PCR儀反應類型中是用于核酸定量的的測定法，并且是分子生物學的大多數領域中的主要選擇方法。雖然存在不同類型的QPCR定量，但確定擴增效率應該是建立qPCR測定時要做的首要任務，了解效率以及如何計算效率對于準確的數據解釋至關重要。
理想地，靶序列的分子數應在每個復制周期期間加倍，對應于100％的擴增效率。同樣如果復制分子的數量少于兩倍，這是由于效率低于100％。效率較低的常見原因是糟糕的引物設計和非試劑濃度，或反應條件。二級結構，如二聚體和不適當的熔化溫度，會影響引物模板退火，導致擴增不良，由于每個額外的稀釋液含有適當較低的DNA起始量，因此在連續稀釋的樣品中Ct值之間存在差異。
擴增效率超過100％，其主要原因是聚合酶抑制。即使向試劑混合物中添加更多模板，Ct值也可能不會轉移到更早的循環，這使效率曲線變平，導致斜率降低，放大效率超過100％。聚合酶的抑制劑包括樣品中過量的DNA，RNA或殘留物質。常見污染物包括肝素，血紅蛋白，多糖，葉綠素，蛋白酶K，乙酸鈉等。其他各種也可以從DNA，RNA分離步驟轉移，如乙醇，和十二烷基硫酸鈉。如果濃縮樣品中存在抑制劑，則與不含抑制劑的樣品相比，需要更多的循環來超過檢測閾值，在更濃縮的樣品中更可能發生抑制，并且改善曲線斜率的一種方法是通過稀釋樣品。
即使在起始試劑混合物中存在更多模板，由于抑制，Ct值也可能不會相應地移位，這使效率圖變平，導致較低的斜率和超過100％的擴增效率。可以通過使用高度稀釋的樣品來避免這種假象。如果發生抑制，則在計算效率時應將濃縮樣品排除在分析之外 。類似地，由于隨機效應，在高變異性的情況下也應省略大多數稀釋樣品。
PRC儀在進行多次qPCR檢測時，通過在qPCR之前用分光光度測量法分析DNA樣品的純度，可以容易地避免抑制。純度測量為260和280nm處吸光度值的比率，其對應于核酸與其他分子的比率。如果DNA的純度分數不高于1.8或RNA不高于2.0，則應純化樣品。也可以使用不同的樣品制備方法。如果額外的純化步驟不能解決問題，則樣品可能難以使用。在這種情況下，可以考慮更好地耐受抑制劑的qPCR主混合物。
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